Terreni pronti all'uso
Orange Serum Agar
Terreno solido per la coltura degli organismi acidurici, soprattutto di quelli associati all'alterazione dei prodotti a base di agrumi e dei loro derivati.
- Codice
- LC-5113
- Categoria
- Terreni pronti all'uso
- Formato
- 10 flaconi da 200 mL
- Conservazione
- da 8 a 25 °C
- Validità minima garantita
- 6 mesi
- Disponibile anche
- Terreno disidratato, 1 formato (LC-1307)
Orange Serum Agar fu sviluppato negli anni 1950 da Hays e collaboratori per la rilevazione, la conta e l'isolamento dei microrganismi alteranti nei succhi di frutta e nei prodotti derivati dagli agrumi. Nei prodotti a pH basso la crescita microbica è limitata a quella dei microrganismi acidurici. In uno studio successivo si dimostrò che Orange Serum Agar a pH 5,4 era il terreno più adatto per l'isolamento dei batteri lattici, in particolare (Lactobacillus e Leuconostoc), e dei lieviti che producono (odore anomalo di latticello) negli agrumi.
Caratteristiche principali
Rilevazione e conta selettiva dei microrganismi acido-tolleranti.
Succhi.
10 flaconi pronti da 250 mL con 200 ± 5 mL.
1 scatola con 10 flaconi da 250 mL. Tappo metallico non perforabile.
Descrizione e tecnica
Descrizione
Orange Serum Agar non è un agar differenziale, ma un terreno di coltura in cui l'estratto di arancia fornisce un ambiente acido favorevole, nel quale si possono recuperare i microrganismi acidurici, compresi quelli danneggiati dalla lavorazione degli alimenti. Il triptone è la fonte principale di carbonio e di azoto e fornisce condizioni di crescita ottimali. L'estratto di lievito fornisce le vitamine del complesso B, che stimolano la crescita, e il fosfato fornisce un tampone osmotico per la sopravvivenza delle cellule. Il destrosio è una fonte supplementare di carbonio e l'agar è un agente solidificante.
Tecnica
L'International Fruchtsaft-Union (IFU) raccomanda l'uso di Orange Serum Agar in diversi metodi standardizzati, con il metodo della conta in piastra:
- Preparare diluizioni seriali di fattore 10 del campione con un diluente adatto, come Buffered Peptone Water.
- Distribuire aliquote di 1 mL del campione diluito in piastre di Petri sterili.
- Aggiungere 20 mL di terreno sterile fuso, raffreddato a 45 °C, e ruotare delicatamente la piastra per mescolare bene il campione e il terreno.
- Lasciar solidificare e incubare a 30 ± 1 °C per 48 ore prima della conta. Se non c'è crescita, prolungare l'incubazione a 5 giorni, con lettura giornaliera, prima di dare un risultato negativo.
In genere le colonie di lieviti e muffe si distinguono dalla morfologia, mentre quelle dei batteri acidurici vanno colorate con il metodo di Gram ed esaminate al microscopio per essere classificate correttamente.
Presentazione
| Presentazione | 10 flaconi pronti da 250 mL |
|---|---|
| Riempimento | 200 ± 5 mL |
| Confezione | 1 scatola con 10 flaconi da 250 mL. Tappo metallico non perforabile. |
Composizione
| Componente | g/L |
|---|---|
| Siero d'arancia | 5,00 |
| Estratto di lievito | 3,00 |
| Triptone | 10,0 |
| Destrosio | 4,00 |
| Fosfato dipotassico | 3,00 |
| Agar | 17,0 |
Controllo qualità
Controllo fisico-chimico
| Colore | Giallo pallido |
|---|---|
| pH | 5,5 ± 0,2 a 25 °C |
Controllo microbiologico
Fondere il terreno - preparare le piastre - semina a spirale: intervallo pratico 100 ± 20 UFC, minimo 50 UFC (produttività).
Controllo microbiologico secondo ISO 11133:2014/Amd 1:2018.
Incubazione in microaerofilia a 30 ± 1 °C per 72 ± 3 h.
| Microrganismo | Crescita |
|---|---|
| S. cerevisiaeATCC 9763, WDCM 00058 | Buona (≥ 50 %) |
| Lactobacillus fermentumATCC 9338 | Buona (≥ 50 %) |
| Aspergillus nigerATCC 16404 | Buona (≥ 50 %) |
Controllo di sterilità
Incubazione 48 ore a 30-35 °C e 48 ore a 20-25 °C: NESSUNA CRESCITA.
Controllo a 7 giorni dopo l'incubazione nelle stesse condizioni.
Bibliografia
- HAYS, G.L. (1951) The isolation, cultivation and identification of organisms which have caused spoilage in frozen concentrated orange juice. Proc. Fla. State Hortic. Soc. 54:135-137.
- HAYS, G.L. & D.W. REISTER (1952) The control of 'off-odour' spoilage in frozen concentrate orange juice. Food Technol. 6:386-389.
- HATCHER, W.S., M.E. PARISH, J.L. WEIHE, D.F. SPLITTSTOESSER & B.B. WOODWARD (2001) Fruit Beverages, in Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods. 4th ed., F.P. Downes & K. Ito, editors. APHA Inc., Washington D.C., USA.
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- IFU Method No. 6 (1996) Mesophilic & Thermoduric-Thermophilic Bacteria: Spores Count. D-II Mesophilic Anaerobic Sporeforming Bacteria: Spores Count. International Federation of Fruit Juice Producers. Microbiological Methods (2004). Schweizerischer Obstverband. Postfach CH-6302 Zug.
- IFU Method No. 7 (1998) 'Sterility' Testing of 'Aseptic Filled Products', 'Commercial Sterile Products' and 'Preserved Products'. International Federation of Fruit Juice Producers. Microbiological Methods (2004). Schweizerischer Obstverband. Postfach CH-6302 Zug.
- IFU Method No. 10 (1998) Microbiological Examination of Potential Spoilaging Microorganisms of Low Acid and High pH Vegetable Products. International Federation of Fruit Juice Producers. Microbiological Methods (2004). Schweizerischer Obstverband. Postfach CH-6302 Zug.
- ISO 11133:2014/Amd 1:2018. Microbiology of food, animal feed and water. Preparation, production, storage and performance testing of culture media.
- MURDOCK, D.I., J.F. FOLINAZZO & V.S. TROY (1952) Evaluation of plating media for citrus concentrates. Food Technol. 6:181-185.
- MURDOCK, D.I. & C.H. BROKAW (1958) Sanitary control in processing citrus concentrates. I. Some specific sources of microbial contamination from fruit bins to extractors. Food Technol. 12:573-576.
- STEVENS, J.W. (1954) Preparation of dehydrated agar media containing orange juice serum. Food Technol. 8:88-91.
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